TINCIÓN DE ZIEHL - NEELSEN
FUNDAMENTO:
Hay un tipo de bacterias, llamadas bacterias acido-alcohol resistentes (BAAR) que tienen una pared bacteriana que presenta resistencia a la decoloración con una mezcla de ácido y alcohol. Para teñir este tipo de bacterias, primeramente debemos aplicar un colorante en caliente, ya que el calor va a fluidificar la pared que tienen estas bacterias, con ácidos micolicos y cera, y el colorante va a poder penetrar, y luego se realiza una decoloración con acido-alcohol en frío, para que la pared se solidifique y el colorante no pueda salir. En bacterias no - BAAR esta decoloración arrastraría cualquier tinción previa. También se usa un colorante de contraste para teñir las no BAAR, por lo que al microoscopio, las BAAR se observan rojas y las no BAAR azules.
OBJETIVO:
Realizar la tinción con el fin de identificar los tipos bacterianos según su resistencia a la decoloración con una mezcla de acido - alcohol.
MATERIAL:
Mechero bunsen
Muestra de bacterias 2 y 9, AAR 1 y AAR 2
Portas
Asa de siembra
Gradilla
SSF
Soporte para portas
Torunda de algodón y gasa
Fucsina
Azul de metileno
Alcohol
Agua destilada
Microscopio óptico
PROCEDIMIENTO:
Realizamos una extensión de la muestra con SSF y la fijamos con calor.
Llevamos la extensión al fregador y la ponemos encima del soporte, cubrimos la extensión totalmente con fucsina. Mojamos la torunda de algodón y gasa en alcohol, sin que gotee, y la encendemos. Vamos calentando los portas por debajo durante cinco minutos, cuando deben empezar a salir vapores.
A los cinco minutos, decantamos y lavamos con agua destilada.
Cubrimos la extensión con alcohol durante dos minutos, decantamos y lavamos con agua destilada.
Cubrimos la extensión con azul de metileno durante dos minutos, decantamos y lavamos con agua destilada.
Hay un tipo de bacterias, llamadas bacterias acido-alcohol resistentes (BAAR) que tienen una pared bacteriana que presenta resistencia a la decoloración con una mezcla de ácido y alcohol. Para teñir este tipo de bacterias, primeramente debemos aplicar un colorante en caliente, ya que el calor va a fluidificar la pared que tienen estas bacterias, con ácidos micolicos y cera, y el colorante va a poder penetrar, y luego se realiza una decoloración con acido-alcohol en frío, para que la pared se solidifique y el colorante no pueda salir. En bacterias no - BAAR esta decoloración arrastraría cualquier tinción previa. También se usa un colorante de contraste para teñir las no BAAR, por lo que al microoscopio, las BAAR se observan rojas y las no BAAR azules.
OBJETIVO:
Realizar la tinción con el fin de identificar los tipos bacterianos según su resistencia a la decoloración con una mezcla de acido - alcohol.
MATERIAL:
Mechero bunsen
Muestra de bacterias 2 y 9, AAR 1 y AAR 2
Portas
Asa de siembra
Gradilla
SSF
Soporte para portas
Torunda de algodón y gasa
Fucsina
Azul de metileno
Alcohol
Agua destilada
Microscopio óptico
PROCEDIMIENTO:
Realizamos una extensión de la muestra con SSF y la fijamos con calor.
Llevamos la extensión al fregador y la ponemos encima del soporte, cubrimos la extensión totalmente con fucsina. Mojamos la torunda de algodón y gasa en alcohol, sin que gotee, y la encendemos. Vamos calentando los portas por debajo durante cinco minutos, cuando deben empezar a salir vapores.
A los cinco minutos, decantamos y lavamos con agua destilada.
Cubrimos la extensión con alcohol durante dos minutos, decantamos y lavamos con agua destilada.
Cubrimos la extensión con azul de metileno durante dos minutos, decantamos y lavamos con agua destilada.
Secamos la preparación con ayuda de un secador y podemos observar al microscopio.
RESULTADO:
Como podemos observar en las fotos, ni la muestra 2 ni la muestra 9 son bacterias AAR, pues aparecen teñidas de azul. La muestra AAR 1 y AAR 2 aparecen teñidas de rojo porque sí que son BAAR.
Muestra 9 Muestra 2
Comentarios
Publicar un comentario