MICROBIOLOGÍA BLANCA ESPÍN

OBJETIVO: Este estudio se realiza para probar un posible material para prótesis, y conocer como actúan las bacterias sobre él. FUNDAMENTO: Se incuban distintas especies bacterianas en dos tubos distintos, uno de ellos, vacío, otro, con bioglass, durante un día. Se realizan suspensiones de 0,5 McFarland, y se realizan distintas diluciones. En una placa de Petri, se depositan cinco gotas de 10ul de cada dilución, separadas entre sí, y se dejan secar. Se incuban durante 24 horas, y se hace un recuento de las colonias que hay en cada una de las gotas, contando siempre una sola fila de diluciones, la primera que se pueda contar.

OBJETIVO: Realizamos esta práctica para conocer como se comportan las bacterias sobre las superficies de distintos materiales protésicos. FUNDAMENTO: Se realiza de dos formas; una que nos permitirá ver el crecimiento mediante el recuento en placas de Petri, otra en la que observamos en crecimiento con aplicando un colorante y cuantificando espectrofotométricamente. Tenemos discos de titanio, cobalto y bioloy, con superficies lisas y rugosas para los tres materiales. Se introducen los discos en placas con pocillos, y se deposita una gota de suspensión bacteriana sobre cada uno de los discos, y se hacen tres incubaciones distintas: de 30 minutos, de 60 minutos y de 120 minutos. Una vez cumplido el tiempo de incubación, se hacen lavados de los discos, para retirar todo el material bacteriano posible y dejar simplemente el adherido al disco.  Para la cuantificación en placas de Petri, se añade DTT para retirar las bacterias adheridas, y se siembran 100 microlitros en una

OBJETIVO: Extraemos el DNA de muestras de hisopos bucales para poder cuantificarlo. FUNDAMENTO: La extracción se realiza con un kit de extracción de DNA, siguiendo los pasos que nos indica el protocolo. PROTOCOLO: - Ponemos el hisopo en PBS durante 10 minutos y vortexamos 30 segundos. - Centrifugamos y retiramos el sobrenadante. - Añadimos 180ul de buffer ATL y 20ul de proteinasa K. - Incubamos en agitación a 56º durante 15 minutos. - Añadimos 200ul de buffer AL e incubamos 10 minutos a 70º. - Añadimos 200ul de etanol puro y ponemos toda la mezcla en una columna de separación, centrifugamos y cambiamos el tubo colector. - Añadimos 200ul de buffer AW1, centrifugamos, cambiamos la columna, y hacemos lo mismo con AW2. - Ponemos la columna en un eppendorf y añadimos 70ul de buffer AE, y centrifugamos. Lo que obtenemos en el eppendorf es ya el DNA. Para cuantificarlo, usamos otro kit de reactivos y el cuantificador.

OBJETIVO: Extraemos el DNA de muestras de líquido sinovial para poder cuantificarlo. FUNDAMENTO: La extracción se realiza con un kit de extracción de DNA, siguiendo los pasos que nos indica el protocolo. PROTOCOLO: - Se depositan 0,6ml de muestra en un eppendorf, centrifugamos y retiramos el sobrenadante. - Añadimos 180ul de buffer ATL y 20ul de proteinasa K. - Incubamos en agitación a 56º durante 15 minutos. - Añadimos 200ul de buffer AL e incubamos 10 minutos a 70º. - Añadimos 200ul de etanol puro y ponemos toda la mezcla en una columna de separación, centrifugamos y cambiamos el tubo colector. - Añadimos 200ul de buffer AW1, centrifugamos, cambiamos la columna, y hacemos lo mismo con AW2. - Ponemos la columna en un eppendorf y añadimos 70ul de buffer AE, y centrifugamos. Lo que obtenemos en el eppendorf es ya el DNA. Para cuantificarlo, usamos otro kit de reactivos y el cuantificador.

OBJETIVO: Realizamos esta práctica para conocer las distintas resistencias o sensibilidades de distintas cepas de  Staphylococcus aureus  ante distintos antibióticos. FUNDAMENTO: Preparamos medios de cultivo añadiento distintas concentraciónes de antibióticos (Daptomicina, Vancomicina, Teicoplanina y Oxacilina), una vez están sólidos, sembramos las distintas cepas en los medios con distintas concentraciones de antibiótico, e incubamos durante un día. Al día siguiente, hacemos un recuento manual de las colonias que han aparecido en cada placa.

OBJETIVO: Realizamos esta práctica para conocer las distintas resistencias o sensibilidades de distintas cepas de Staphylococcus aureus ante distintos antibióticos. FUNDAMENTO: Hacemos una siembra de las distintas cepas en distintas placas de Petri, y con pinzas, depositamos los E - test, que vienen ya preparados, sobre el medio de cultivo. Incubamos durante 24 horas, y comprobamos a que concentración corresponden los halos de inhibición. Los antibióticos utilizados son: Vancomicina, Daptomicina, Oxacilina y Teicoplanina.

OBJETIVO:  Aislar una nueva cepa de una especie bacteriana para posteriormente guardarla en la cepoteca. FUNDAMENTO: Cuando en alguna prueba con antibióticos, encontramos algún brote de resistencia aislado, hacemos una siembra de esas bacterias en una placa de Petri, y la incubamos durante un día. Después, hacemos una suspensión de las colonias más aisladas y definidas en un eppendorf con SSF, y lo congelamos a -80ºC.

OBJETIVO: Realizamos esta práctica (MIC) con la finalidad de conocer la concentración mínima de antibiótico necesaria para evitar el crecimiento de una especie bacteriana, y para conocer la concentración mínima de antibiótico necesaria para eliminar en su totalidad las bacterias de esa especie. FUNDAMENTO: MIC: En una placa con 96 pocillos se introduce un volumen de suspensión bacteriana (0,5 McFarland) junto con caldo de cultivo y antibióticos diluidos, se incuba durante un día y se observa el pocillo en el que no hay crecimiento con la mínima concentración de antibiótico.  MBC: En placas de petri con medio de cultivo se ponen gotas de los pocillos en los que no ha habido crecimiento de 10 microlitros, y se incuban durante un día para saber a que concentración el antibiótico a eliminado las bacterias totalmente. Los antibióticos usados fueron: Vancomicina, Teicoplanina, Oxacilina y Daptomicina.

OBJETIVO: Mediante esta práctica podemos identificar bacterias, ya que consisten en multiples pruebas que nos dan un código de identificación. FUNDAMENTO: Consta de una placa con 32 pocillos, cada uno tiene una serie de medios y reactivos para que la bacteria crezca y la prueba pueda dar un resultado según el color final. Esos colores se comparan con una guía para saber si la prueba es positiva o negativa, y los positivos o negativos equivalen a unos números, que son los que finalmente nos dan el código de identificación. MATERIAL: Placa ID 32 E, micropipetas, puntas, pipeta pasteur, soporte para placa, agua destilada, suero fisiológico, muestra bacteriana 7, estándar McFarland 0,5, asa de siembra, mechero bunsen, tubo de ensayo, parafina liquida. PROCEDIMIENTO: Realizamos una dilución del microorganismo a estudiar en SSF comparandolo con el patrón 0,5 de McFarland. De esa dilución, añadimos 55 microlitros a cada pocillo, y a los subrayados, los tapamos con parafina. Pone

OBJETIVO: La realización de esta práctica permite la identificación de enterobacterias, según su resultado en las distintas pruebas. FUNDAMENTO: - Indol: Se usa para saber si la bacteria tiene la enzima triptofanasa, que degrada el triptófano. Si se produce la degradación, se libera indol, que al echarle reactico de Kovacs, forma un compuesto coloreado. Se usa el medio líquido agua de peptona. - Rojo de metilo: Mediante esta prueba podemos saber si la bacteria fermenta la glucosa mediante la vía ácido mixta, con producción de ácido. Se usa el medio MRVP para sembrarla, y se le echa rojo de metilo, un indicador de pH, que vira a rojo si se produce esa fermentación. - Voges - Proskauer: Mediante esta prueba podemos saber si la bacteria fermenta la glucosa mediante la vía butanodiólica. En esta vía se produce acetoína, que al añadirle alfa-naftol, produce un color rojizo. Se usa el medio líquido MRVP - Citrato: Se usa citrato de Simons como medio. Se valora si la bacteria es c